En las plantas, se han descrito una clase de proteínas que generan un gradiente de protones (H+) a través de las membranas. Este tipo de proteínas se conocen como pirofosfatasas inorgánicas translocadoras de protones E.C.3.6.1.1 (H+PPase) y se encuentran formando parte integral de las membranas, actuando como homodimeros, es decir, dos proteínas idénticas.

Las H+PPases obtienen la energía producto de la ruptura del enlace fosfoanhidrido de la molécula de pirofosfato (PPi). Cabe mencionar que el PPi es una molécula utilizada por todos los seres vivos para almacenar y disponer de energía. En las plantas se han descrito dos tipos de H+Ppases. Las H+PPase tipo I se aislaron y caracterizaron inicialmente como marcadores vacuolares. Sin embargo, estudios posteriores demostraron una localización dual de estas proteínas tanto en vacuola como en membrana plasmática (1,2).

Las H+PPases son codificadas como unidades individuales y están muy conservadas en las plantas, lo que las convierte en candidatos ideales para sobre-expresarlas en diversos cultivos. Estudios iniciales han evidenciado que la sobreexpresión en la planta Arabidopsis thaliana (el modelo de estudio por excelencia) resulta en plantas más tolerantes a la salinidad y a la desecación. De la misma manera, la sobre-expresión de este tipo de proteínas en diversos cultivos como arroz, cebada, tabaco, algodón, alfalfa, maíz y césped rastreros les confiere resistencia a la salinidad y a la desecación (2). Originalmente, la capacidad de resistencia a la salinidad y desecación fueron atribuidos al incremento en la toma de sodio (Na+) y a un aumento en la capacidad osmo-reguladora de las vacuolas. Por otra parte, la sobre-expresión de las H+PPases en Arabidopsis, arroz, cebada, trigo, tomate, lechuga y algodón también contribuye a muchos procesos energéticos en plantas, incluyendo el crecimiento de tallos, hojas, y la adquisición de nutrientes. Por ejemplo, las plantas de algodón que sobre-expresan estas proteínas, además de ser resistentes a la salinidad y la desecación también muestran un incremento en su tasa fotosintética y el crecimiento reticular, entre otros procesos (3).

En este sentido, diversos estudios han evidenciado que la H+-PPase se localiza en la membrana plasmática de diversos tipos celulares incluyendo el floema. Asimismo, se ha observado que bajo ciertas condiciones, las H+PPases pueden sintetizar pirofosfato actuando como pirofosfato sintasas (4). Dichas evidencias experimentales aunado a los fenotipos de sobre-expresión han permitido postular un papel adicional de la H+-PPase en el transporte de sacarosa (un tipo de azúcar) en el floema. Es en este tejido donde, dada ciertas restricciones fisicoquímicas impuestas por los gradientes electroquímicos, la H+-PPase localizada en la membrana plasmática funcionaria como pirofosfato sintasa en lugar de pirofosfatasa. De esta forma, la sacarosa es cargada desde el espacio extracelular (apoplasto) hacia el interior de los elementos cribosos (principales transportadores en el floema) y células acompañantes, por proteínas transportadoras, denominadas H+/Suc. Este proceso es energizado por la fuerza motriz de H+ impuesta la H+-ATPasa. Para poder generar el ATP requerido, una parte de la sacarosa cargada es oxidada en las células acompañantes. En estas células, de manera particular, la sacarosa es oxidada a través de una vía dependiente de pirofosfato. El modelo de PPi sintasa sugiere que el aumento en la expresión de la H+-Ppase, asociado a su localización en la membrana plasmática/actividad pirofosfato sintasa resultarían en un aumento en el abasto de PPi facilitando el cargado de sacarosa y transporte desde los tejidos fuente hacia los tejidos que lo requieran o receptáculo (2,4).

En consecuencia, el transporte de sacarosa a los tejidos que lo requieran, en las plantas que sobre-expresan la H+-PPase, resultaría en sistemas reticulares más energizados con mayor capacidad en la toma de nutrientes y agua. Todos los fenotipos observados en cultivos de importancia económica son consistentes con un incremento en los flujos fotosintéticos desde los tejidos fuente hacia los tejidos receptáculo (2,4). En conjunto, estos avances nos sugieren que la sobre-expresión de la H+-Ppase asociada específicamente al floema podría resultar en efectos aditivos potenciando la productividad agrícola.

Modelo que explica la función de la H+-PPase en la membrana plasmática de células acompañantes:  Las proteínas transportadoras de H+/Sacarosa  localizados en la membrana plasmática de  las células acompañantes toman la sacarosa directamente del apoplasto.  Una porción de esta sacarosa es destinada al transporte  a larga distancia a través de los elementos cribosos, mientras que otra parte es oxidada para energizar el floema. La H+-PPasa localizada en la membrana plasmática de  las células acompañantes utiliza la fuerza motriz protónica para sintetizar pirofostato.  Por otra parte, el ATP es hidrolizado para generar una fuerza motriz protónica. De tal manera que  un incremento en la oxidación de la sacarosa promovida por  el pirofosfato sintetizado por la H+-PPase resulta en  un floema más energizado

Modelo que explica la función de la H+-PPase en la membrana plasmática de células acompañantes: Las proteínas transportadoras de H+/Sacarosa localizados en la membrana plasmática de las células acompañantes toman la sacarosa directamente del apoplasto. Una porción de esta sacarosa es destinada al transporte a larga distancia a través de los elementos cribosos, mientras que otra parte es oxidada para energizar el floema. La H+-PPasa localizada en la membrana plasmática de las células acompañantes utiliza la fuerza motriz protónica para sintetizar pirofostato. Por otra parte, el ATP es hidrolizado para generar una fuerza motriz protónica. De tal manera que un incremento en la oxidación de la sacarosa promovida por el pirofosfato sintetizado por la H+-PPase resulta en un floema más energizado

Bibliografía

  1. Paez-Valencia J, et al. 2011. Plant Sci. 181:23-30.
  2. Fuglsang A, et al. 2011. Transporters and Pumps in Plant Signaling, Springer-Verlag. pp.39-64.
  3.  Paez-Valencia J, et al. 2013. Plant Physiol.161:1557-69. 4. Khadilkar AS, et al. 2016. Plant Physiol.170:401-14.